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scVelo

Análise de velocidade de RNA com scVelo. Estima transições de estado celular a partir da dinâmica de mRNA não processado/processado, infere direções de trajetória, calcula tempo latente e identifica genes condutores em dados de RNA-seq de célula única. Complementa Scanpy/scVI-tools para inferência de trajetórias.

O que é scVelo?

O scVelo é o principal pacote Python para análise de velocidade de RNA em dados de RNA-seq de célula única. Ele infere transições de estado celular modelando a cinética de splicing de mRNA — usando a razão entre as abundâncias de mRNA não processado (pré-mRNA) e processado (mRNA maduro) para determinar se um gene está sendo regulado positivamente ou negativamente em cada célula. Isso permite a reconstrução de trajetórias de desenvolvimento e a identificação de decisões de destino celular sem a necessidade de dados de séries temporais. A habilidade suporta múltiplos modelos de velocidade (estocástico, determinístico e dinâmico), sendo o modelo dinâmico o mais preciso para análises finais. O fluxo de trabalho padrão inclui pré-processamento, estimativa de velocidade, cálculo de tempo latente, análise de genes condutores e visualizações como gráficos de setas e fluxos em embeddings UMAP. O scVelo complementa ferramentas como Scanpy e é frequentemente usado em conjunto com CellRank para previsão de destino celular.

Funciona com~Claude Code~Codex CLI~Cursor
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Documentação

scVelo — Análise de Velocidade de RNA

Visão Geral

scVelo é o pacote Python líder para análise de velocidade de RNA em dados de RNA-seq de célula única. Ele infere transições de estado celular modelando a cinética de splicing de mRNA — usando a razão entre as abundâncias de mRNA não processado (pré-mRNA) e processado (mRNA maduro) para determinar se um gene está sendo regulado positivamente ou negativamente em cada célula. Isso permite a reconstrução de trajetórias de desenvolvimento e a identificação de decisões de destino celular sem exigir dados de séries temporais.

Instalação: uv pip install scvelo

Recursos principais:

Quando Usar Esta Habilidade

Use o scVelo quando:

  • Inferência de trajetória a partir de dados de instantâneo: Determinar em qual direção as células estão se diferenciando
  • Predição de destino celular: Identificar células progenitoras e seus destinos a jusante
  • Identificação de genes condutores: Encontrar genes cuja dinâmica melhor explique as trajetórias observadas
  • Biologia do desenvolvimento: Modelar hematopoiese, neurogênese, transições epitélio-mesenquimais
  • Estimativa de tempo latente: Ordenar células ao longo de um pseudotempo derivado da dinâmica de splicing
  • Complemento ao Scanpy: Adicionar informações direcionais a embeddings UMAP

Pré-requisitos

O scVelo requer matrizes de contagem para RNA não processado e processado. Estas são geradas por:

  1. STARsolo ou kallisto|bustools com modo lamanno
  2. velocyto CLI: velocyto run10x / velocyto run
  3. alevin-fry / simpleaf com saída processado/não processado

Os dados são armazenados em um objeto AnnData com layers["spliced"] e layers["unspliced"].

Fluxo de Trabalho Padrão de Velocidade de RNA

1. Configuração e Carregamento de Dados

import scvelo as scv
import scanpy as sc
import numpy as np
import matplotlib.pyplot as plt

# Configurar opções
scv.settings.verbosity = 3       # Mostrar etapas de computação
scv.settings.presenter_view = True
scv.settings.set_figure_params('scvelo')

# Carregar dados (AnnData com camadas processado/não processado)
# Opção A: Carregar de loom (saída do velocyto)
adata = scv.read("cellranger_output.loom", cache=True)

# Opção B: Mesclar loom do velocyto com AnnData processado pelo Scanpy
adata_processed = sc.read_h5ad("processed.h5ad")  # Tem UMAP, clusters
adata_velocity = scv.read("velocyto.loom")
adata = scv.utils.merge(adata_processed, adata_velocity)

# Verificar camadas
print(adata)
# obs × var: N × G
# layers: 'spliced', 'unspliced' (obrigatório)
# obsm['X_umap'] (obrigatório para visualização)

2. Pré-processamento

# Filtrar e normalizar. A partir do scVelo 0.3, filter_and_normalize() apenas filtra
# genes e normaliza por célula -- não aceita mais n_top_genes e não mais
# aplica transformação logarítmica, então a etapa de log e a seleção de HVG vêm do Scanpy.
scv.pp.filter_and_normalize(
    adata,
    min_shared_counts=20    # Contagens mínimas em processado+não processado
)
sc.pp.log1p(adata)
sc.pp.highly_variable_genes(adata, n_top_genes=2000, subset=True)

# Calcular momentos de primeira e segunda ordem (médias e variâncias)
# knn_connectivities deve ser calculado primeiro
sc.pp.neighbors(adata, n_neighbors=30, n_pcs=30)
scv.pp.moments(
    adata,
    n_pcs=30,
    n_neighbors=30
)

3. Estimativa de Velocidade — Modelo Estocástico

O modelo estocástico é rápido e adequado para análises exploratórias:

# Velocidade estocástica (mais rápido, menos preciso)
scv.tl.velocity(adata, mode='stochastic')
scv.tl.velocity_graph(adata)

# Visualizar
scv.pl.velocity_embedding_stream(
    adata,
    basis='umap',
    color='leiden',
    title="Velocidade de RNA (Estocástica)"
)

4. Estimativa de Velocidade — Modelo Dinâmico (Recomendado)

O modelo dinâmico ajusta a cinética completa de splicing e é mais preciso:

# Recuperar dinâmica (computacionalmente intenso; ~10-30 min para 10K células)
scv.tl.recover_dynamics(adata, n_jobs=4)

# Calcular velocidade a partir do modelo dinâmico
scv.tl.velocity(adata, mode='dynamical')
scv.tl.velocity_graph(adata)

5. Tempo Latente

O modelo dinâmico permite o cálculo de um tempo latente compartilhado (pseudotempo):

# Calcular tempo latente
scv.tl.latent_time(adata)

# Visualizar tempo latente no UMAP
scv.pl.scatter(
    adata,
    color='latent_time',
    color_map='gnuplot',
    size=80,
    title='Tempo latente'
)

# Identificar os principais genes ordenados por tempo latente
top_genes = adata.var['fit_likelihood'].sort_values(ascending=False).index[:300]
scv.pl.heatmap(
    adata,
    var_names=top_genes,
    sortby='latent_time',
    col_color='leiden',
    n_convolve=100
)

6. Análise de Genes Condutores

# Identificar genes com melhor ajuste de velocidade
scv.tl.rank_velocity_genes(adata, groupby='leiden', min_corr=0.3)
df = scv.DataFrame(adata.uns['rank_velocity_genes']['names'])
print(df.head(10))

# Velocidade e coerência
scv.tl.velocity_confidence(adata)
scv.pl.scatter(
    adata,
    c=['velocity_length', 'velocity_confidence'],
    cmap='coolwarm',
    perc=[5, 95]
)

# Retratos de fase para genes específicos
scv.pl.velocity(adata, ['Cpe', 'Gnao1', 'Ins2'],
               ncols=3, figsize=(16, 4))

7. Setas de Velocidade e Pseudotempo

# Gráfico de setas no UMAP
scv.pl.velocity_embedding(
    adata,
    arrow_length=3,
    arrow_size=2,
    color='leiden',
    basis='umap'
)

# Gráfico de fluxo (visualização mais limpa)
scv.pl.velocity_embedding_stream(
    adata,
    basis='umap',
    color='leiden',
    smooth=0.8,
    min_mass=4
)

# Pseudotempo de velocidade (alternativa ao tempo latente)
scv.tl.velocity_pseudotime(adata)
scv.pl.scatter(adata, color='velocity_pseudotime', cmap='gnuplot')

8. Grafo de Trajetória PAGA

# Grafo PAGA com transições informadas por velocidade
scv.tl.paga(adata, groups='leiden')
df = scv.get_df(adata, 'paga/transitions_confidence', precision=2).T
df.style.background_gradient(cmap='Blues').format('{:.2g}')

# Plotar PAGA com velocidade
scv.pl.paga(
    adata,
    basis='umap',
    size=50,
    alpha=0.1,
    min_edge_width=2,
    node_size_scale=1.5
)

Script de Fluxo de Trabalho Completo

import scvelo as scv
import scanpy as sc

def run_rna_velocity(adata, n_top_genes=2000, mode='dynamical', n_jobs=4):
    """
    Fluxo de trabalho completo de velocidade de RNA.

    Args:
        adata: AnnData com camadas 'spliced' e 'unspliced', UMAP em obsm
        n_top_genes: Número de principais HVGs para velocidade
        mode: 'stochastic' (rápido) ou 'dynamical' (preciso)
        n_jobs: Trabalhos paralelos para modelo dinâmico

    Retorna:
        AnnData processado com informações de velocidade
    """
    scv.settings.verbosity = 2

    # 1. Pré-processamento (scVelo 0.3 removeu log/HVG de filter_and_normalize)
    scv.pp.filter_and_normalize(adata, min_shared_counts=20)
    sc.pp.log1p(adata)
    sc.pp.highly_variable_genes(adata, n_top_genes=n_top_genes, subset=True)

    if 'neighbors' not in adata.uns:
        sc.pp.neighbors(adata, n_neighbors=30)

    scv.pp.moments(adata, n_pcs=30, n_neighbors=30)

    # 2. Estimativa de velocidade
    if mode == 'dynamical':
        scv.tl.recover_dynamics(adata, n_jobs=n_jobs)

    scv.tl.velocity(adata, mode=mode)
    scv.tl.velocity_graph(adata)

    # 3. Análises a jusante
    if mode == 'dynamical':
        scv.tl.latent_time(adata)
        scv.tl.rank_velocity_genes(adata, groupby='leiden', min_corr=0.3)

    scv.tl.velocity_confidence(adata)
    scv.tl.velocity_pseudotime(adata)

    return adata

Principais Campos de Saída no AnnData

Após executar o fluxo de trabalho, os seguintes campos são adicionados:

LocalizaçãoChaveDescrição
adata.layersvelocityVelocidade de RNA por gene por célula
adata.layersfit_tTempo latente ajustado por gene por célula
adata.obsmvelocity_umapVetores de velocidade 2D no UMAP
adata.obsvelocity_pseudotimePseudotempo a partir da velocidade
adata.obslatent_timeTempo latente do modelo dinâmico
adata.obsvelocity_lengthVelocidade de cada célula
adata.obsvelocity_confidencePontuação de confiança por célula
adata.varfit_likelihoodQualidade do ajuste do modelo por gene
adata.varfit_alphaTaxa de transcrição
adata.varfit_betaTaxa de splicing
adata.varfit_gammaTaxa de degradação
adata.unsvelocity_graphMatriz de probabilidade de transição célula-célula

Comparação de Modelos de Velocidade

ModeloVelocidadePrecisãoQuando Usar
stochasticRápidaModeradaExploratório; conjuntos de dados grandes
deterministicMédiaModeradaCinética linear simples
dynamicalLentaAltaPublicação de qualidade; identifica genes condutores

Melhores Práticas

  • Comece com o modo estocástico para exploração; mude para o dinâmico na análise final
  • Necessidade de boa cobertura de leituras não processadas: Leituras curtas (< 100 pb) podem perder cobertura de íntrons
  • Mínimo de 2.000 células: A velocidade de RNA é ruidosa com menos células
  • A velocidade deve ser coerente: As setas devem seguir a biologia conhecida; aleatoriedade indica problemas
  • A largura de banda k-NN importa: Muito poucos vizinhos → velocidade ruidosa; muitos → suavizado demais
  • Verificação de sanidade: Células raiz (progenitoras) devem ter altas razões não processado/processado para genes marcadores
  • O modelo dinâmico requer estados cinéticos distintos: Funciona melhor para processos de diferenciação claros

Solução de Problemas

ProblemaSolução
Camada não processada ausenteExecute novamente o velocyto ou use STARsolo com --soloFeatures Gene Velocyto
Muito poucos genes de velocidadeReduza min_shared_counts; verifique a profundidade de sequenciamento
Setas com aparência aleatóriaTente diferentes n_neighbors ou modelo de velocidade
Erro de memória com dinâmicoDefina n_jobs=1; reduza n_top_genes
Velocidade negativa em todos os lugaresVerifique se as camadas processado/não processado não estão trocadas

Recursos Adicionais

Individual skills in this repo

This repo contains 20 individual skills — each has its own dedicated page.

adaptyv

How to use the Adaptyv Bio Foundry API and Python SDK for protein experiment design, submission, and results retrieval. Use this skill whenever the user mentions Adaptyv, Foundry API, protein binding assays, protein screening experiments, BLI/SPR assays, thermostability assays, or wants to submit protein sequences for experimental characterization. Also trigger when code imports `adaptyv`, `adaptyv_sdk`, or `FoundryClient`, or references `foundry-api-public.adaptyvbio.com`.

aeon

This skill should be used for time series machine learning tasks including classification, regression, clustering, forecasting, anomaly detection, segmentation, and similarity search. Use when working with temporal data, sequential patterns, or time-indexed observations requiring specialized algorithms beyond standard ML approaches. Particularly suited for univariate and multivariate time series analysis with scikit-learn compatible APIs.

alphagenome

Look up precomputed AlphaGenome Atlas effects for any GRCh38 single-nucleotide variant (AVI score with Phred and 18 SHAP feature attributions, plus raw and quantile scores for RNA-seq, DNase, ATAC, ChIP-TF, ChIP-histone, CAGE, PRO-cap, splicing, polyadenylation and contact-map tracks), score variants or scan windows on demand with the AlphaGenome model for human and mouse (variant scoring, in silico mutagenesis, REF-versus-ALT track prediction), and build Atlas website deep links. Use when the user mentions AlphaGenome, AlphaGenome Atlas, AVI or AlphaGenome Variant Impact, DeepMind variant effect prediction, or wants to prioritise or mechanistically interpret non-coding, regulatory, splicing, enhancer, promoter, or chromatin-accessibility effects of SNVs from a VCF, credible set, or region. Research use only; not a clinical tool.

analytical-method-validation

Plan, execute, and document validation, verification, and transfer of analytical procedures under the governing framework - ICH Q2(R2) and Q14, USP <1220>/<1225>/<1226>, ICH M10 bioanalytical, CLSI EP, or ISO/IEC 17025. Use for HPLC, LC-MS/MS, GC, CE, ICP-MS, dissolution, qNMR, qPCR, NIR, and ligand binding or cell-based assays whenever the question is whether a procedure is fit for its intended purpose. Triggers include

anndata

Data structure for annotated matrices in single-cell analysis. Use when working with .h5ad files or integrating with the scverse ecosystem. This is the data format skill—for analysis workflows use scanpy; for probabilistic models use scvi-tools; for population-scale queries use cellxgene-census.

arbor

Autonomously improve a real artifact (code, training recipe, agent harness, data pipeline, prompt) against an objective and an evaluator, using Hypothesis Tree Refinement (HTR) from the Arbor paper. Use this whenever someone wants to iteratively optimize something over many experiments without overfitting — e.g.

arboreto

Infer gene regulatory networks (GRNs) from gene expression data using scalable algorithms (GRNBoost2, GENIE3). Use when analyzing transcriptomics data (bulk RNA-seq, single-cell RNA-seq) to identify transcription factor-target gene relationships and regulatory interactions. Supports distributed computation for large-scale datasets.

astropy

Core Python library for astronomy and astrophysics workflows that need Astropy APIs, including units/quantities, coordinates, FITS I/O, tables, time systems, WCS, and cosmology. Use when implementing or debugging astronomical data analysis code with Astropy.

autoskill

Observe the user

benchling-integration

Benchling Python SDK and REST API integration for registry entities, inventory, ELN entries, workflows, Benchling Apps, and Data Warehouse queries. Use when automating lab data with benchling-sdk or the v2 API.

bgpt-paper-search

Search scientific papers and retrieve structured experimental data extracted from full-text studies via the BGPT MCP server. Returns 25+ fields per paper including methods, results, sample sizes, quality scores, and conclusions. Use for literature reviews, evidence synthesis, and finding experimental details not available in abstracts alone.

bids

>

biopython

Comprehensive molecular biology toolkit. Use for sequence manipulation, file parsing (FASTA/GenBank/PDB), phylogenetics, and programmatic NCBI/PubMed access (Bio.Entrez). Best for batch processing, custom bioinformatics pipelines, BLAST automation. For quick lookups use gget; for multi-service integration use bioservices.

bioservices

Unified Python interface to 40+ bioinformatics services. Use when querying multiple databases (UniProt, KEGG, ChEMBL, Reactome) in a single workflow with consistent API. Best for cross-database analysis, ID mapping across services. For quick single-database lookups use gget; for sequence/file manipulation use biopython.

bulk-rnaseq

End-to-end bulk RNA-seq orchestrator — takes raw FASTQ reads through QC and trimming (FastQC, fastp/Trim Galore), alignment and quantification (STAR, Salmon, featureCounts), assembles a gene-level counts matrix, then hands off to differential expression (pydeseq2), pathway/GSEA enrichment (pathway-enrichment), and publication figures (scientific-visualization). Use whenever the user has bulk RNA-seq reads or quant output and wants a complete, reproducible differential-expression workflow — e.g.

cellxgene-census

Query the CZ CELLxGENE Census programmatically for versioned public single-cell and spatial transcriptomics data. Use when you need population-scale cell metadata, gene expression slices, Census summary counts, source H5AD URIs/downloads, embeddings, spatial Census data, or reference atlas comparisons across organisms, tissues, diseases, assays, and cell types. For analyzing your own local single-cell data use scanpy, anndata, or scvi-tools.

cirq

Google quantum computing framework. Use when targeting Google Quantum AI hardware, designing noise-aware circuits, or running quantum characterization experiments. Best for Google hardware, noise modeling, and low-level circuit design. For IBM hardware use qiskit; for quantum ML with autodiff use pennylane; for physics simulations use qutip.

citation-management

Comprehensive citation management for academic research. Search OpenAlex, PubMed, and Google Scholar for papers, extract accurate metadata, validate citations, and generate properly formatted BibTeX entries. This skill should be used when you need to find papers, verify citation information, convert DOIs to BibTeX, or ensure reference accuracy in scientific writing.

clinical-decision-support

Prepare and validate research-only clinical decision-support evaluation, evidence-profile, cohort, survival, biomarker/model, privacy, and governance artifacts. Use for aggregate or synthetic research documentation and traceability—not patient care or live clinical operation.

clinical-reports

Create safety-bounded draft structures and run local deterministic checks for clinical case, diagnostic, trial, safety, and aggregate research reports. Use only with synthetic, de-identified, or aggregate inputs and verified source-fact manifests; every output requires qualified review.

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